Instytut Genetyki i Biotechnologii UW

Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Piotr Węgleński

 

 


 

Analiza molekularna genów kodujących enzymy katabolizmu argininy u Aspergillus

Kierownik zespołu: prof. dr hab. Piotr Węgleński
Zespół:

 

 


Analiza mutantów typu suv 3 u S. cerevisiae

Kierownik zespołu: prof. dr hab. Piotr P. Stępień
Zespół:

 

Badania prowadzone w mojej grupie dotyczą molekularnych mechanizmów degradacji RNA w mitochondriach. Miniaturowy genom mitochondrialny ssaków ma zaledwie ok. 16 kpz i koduje 13 podjednostek kompleksów fosforylacji oksydacyjnej, oraz zestaw rRNA i tRNA, niezbędnych do translacji tych białek. Zaburzenia w funkcjonowaniu mitochondriów są przyczyną wielu stanów patologicznych: m.in. starzenia się, nowotworów i chorób neurodegeneracyjnych. Dlatego też badania nad mechanizmami ekspresji genomu mitochondrialnego są bardzo istotne.

Degradacja RNA determinuje okres półtrwania danego transkryptu, usuwa nieprawidłowe RNA i degraduje intermediaty powstające podczas obróbki RNA. Degradacja RNA w mitochondriach była dotychczas najlepiej poznana dla drożdży Saccharomyces cerevisiae, ponieważ dysponowaliśmy zarówno analizą genetyczna jak i biochemiczną. Nasze badania wykazały, że mtRNA w drożdżach jest degradowany przez kompleks zwany mtEXO lub degradosomem mitochondrialnym. Składa się on z dwóch białek kodowanych w jądrze komórkowym: helikazy SUV3 i egzorybonukleazy DSS1. Działanie kompleksu polega na wprowadzaniu substratu RNA przez helikazę SUV3 do centrum aktywnego rybonukleazy DSS1. Reakcja przebiega na koszt hydrolizy ATP w kierunku 3’ do 5’ i jej produktami są monofosforany nukleozydów.

Obecnie nasze prace skoncentrowane są na ludzkim systemie degradacji mtRNA. Wykazaliśmy, że ludzki kompleks składa się z helikazy SUV3 (SUPV3L1) i fosforylazy polinukleotydowej  PNPazy, oba enzymy są kodowane przez genom jądrowy. Ponadto odkryliśmy ludzki gen odpowiedzialny za poliadenylację mtRNA i znaleźliśmy kilka białek będących partnerami helikazy SUV3: WRN, BLM i HBXIP.

 


Badanie polimorfizmu mitochondrialnego DNA w populacji polskiej

Kierownik zespołu: prof. dr hab. Ewa Bartnik
Zespół:

Ludzki mitochondrialny DNA (mtDNA) jest kolistą cząsteczką o wielkości 16,5 kb kodującą 37 z ponad 1000 genów niezbędnych do funkcjonowania mitochondriów; pozostałe są kodowane w jądrze. 37 genów obecnych w mitochondrialnym DNA odpowiada za produkcję 13 białek mitochondrialnych, tworzących część kompleksów I, III, IV i V łańcucha oddechowego i 2 rRNA i 22 tRNA wymaganych do mitochondrialnej translacji. W ludzkim mtDNA jest niewiele sekwencji niekodujących, największa to tak zwana pętla D o wielkości ponad 1 kb, która także jest najbardziej zmienną częścią mitochondrialnego DNA. Mitochondria dziedziczy się po matce a mutacje w mtDNA prowadzą do szeregu chorób ludzkich, głównie wpływających na układ mięśniowy i nerwowy, w tym do postaci ślepoty zwanej dziedziczną neuropatią wzrokową Lebera.

MtDNA był szeroko badany w populacjach ludzkich i sekwencje pokrewne zgrupowano w haplogrupach, z których każda pochodzi od wspólnej sekwencji. Oczywiście wszystkie sekwencje mitochondrialne pochodzą od sekwencji „mitochondrialnej Ewy”.

Pierwotnie uważano, że nie ma różnic funkcjonalnych pomiędzy haplogrupami, jednak w ostatnich latach wielokrotnie opisano w literaturze asocjacje poszczególnych haplogrup z różnymi chorobami, długowiecznością i nowotworami.

Ze względu na nasze zainteresowanie chorobami mitochondrialnymi przeprowadziliśmy badania nad częstością haplogroup w Polscie, które okazały się być typowe tak jak w Europie – haplogrupy H i U występowały najczęściej. Nasze badania dotyczą też mutacji mitochondrialnych w nowotworach i analizę rozkładu haplogrup u osób z nowotworami i z dziedziczną neuropatią wzrokową Lebera. Ogólnie interesują nas badania korelacji genotyp-fenotyp w chorobach mitochondrialnych i wpływ haplogrup na chorobę.
 

 

Wybrane publikacje:

  1. Czarnecka A.M., Klemba A., Krawczyk T., Zdrozny M., Arnold R.S., Bartnik E., Petros J.A. Mitochondrial NADH-dehydrogenase polymorphisms as sporadic breast cancer risk factor. Oncol Rep. (2010) 23(2): 531-5
  2. Czarnecka A.M., Krawczyk T., Zdrożny M., Lubiński J., Arnold R.S., Kukwa W., Scińska A., Golik P., Bartnik E., Petros J.A. Mitochondrial NADH-dehydrogenase subunit 3 (ND3) polymorphism (A10398G) i sporadic breast cancer in Poland. Breast Cancer Res Treat (2010) 23(2): 531-5
  3. Czarnecka A.M., Klemba A., Semczuk A., Plak K., Marzec B., Krawczyk T., Kofler B., Golik P., Petros J.A., Bartnik E. Common mitochondrial polymorphisms as risk factor for endometrial cancer. Int. Arch. Med. (2009) 2(1): 33
  4. Kierdaszuk B., Jamrozik Z., Tońska K., Bartnik E., Kaliszewska M., Kamińska A., Kwieciński H. Mitochondrial cytopathies: clinical, morphological i genetic characteristics. Neurol Neurochir Pol. (2009) 43(3): 216-27
  5. Czarnecka A., Bartnik E. Mitochondrial DNA mutations in tumors. W: Cellular Respiration i Carcinogenesis. S. P. Apte I R. Sarangarajan, Humana Press (2009) p. 119-130
  6. Tońska K., Solyga A., Bartnik E. Mitochondria i aging: innocent bystanders or guilty parties? J. Appl. Genet. (2009) 50(1): 55-62
  7. Bragoszewski P., Kupryjanczyk J., Bartnik E., Rachinger A., Ostrowski J. Limited clinical relevance of mitochondrial DNA mutation i gene expression analyses in ovarian cancer. BMC Cancer (2008) 8: 292
  8. Tonska K., Kurzawa M., Ambroziak A.M., Korwin-Rujna M., Szaflik J.P., Grabowska E., Szaflik J., Bartnik E. A family with 3460G>A i 11778G>A mutations i haplogroup analysis of Polish Leber hereditary optic neuropathy patients. Mitochondrion. (2008) 8(5-6): 383-8

 


Metabolizm mitochondrialnych RNA u S. cerevisiae

Kierownik zespołu: dr hab. Paweł Golik
Zespół: mgr Olga Puchta (doktorantka)

 

Celem projektu jest poznanie mechanizmów odpowiadających za posttranskrypcyjne procesy obróbki, degradacji i kontroli jakości RNA w mitochondriach drożdży Saccharomyces cerevisiae - jednego z podstawowych eukariotycznych organizmów modelowych. Ponadto przewiduje się zbadanie procesów związanych z ekspresją genomu mitochondrialnego w ujęciu biologii systemów (sieci interakcji, krzepkość i zmienność ewolucyjna systemu).

Procesy posttranskrypcyjnej obróbki RNA, w wielu aspektach odmienne od znanych dla genów jądrowych,  mają w mitochondriach kluczowe znaczenie dla wytwarzania ostatecznych transkryptów. Głównym celem będzie identyfikacja i analiza kodowanych jądrowo czynników odpowiadających za szeroko pojętą obróbkę RNA w mitochondriach. Wśród białek drożdżowych spełniających powyższe warunki znajduje się wciąż wiele takich, które poza wynikami globalnych analiz genomiki funkcjonalnej, pozostają nieopisane. Na szczególną uwagę zasługują produkty genów DMR1 (nieznany dotąd czynnik stabilności mitochondrialnego rRNA), PET127 (egzorybonukleaza o nietypowych motywach sekwencyjnych), oraz kompleks degradosomu mitochondrialnego, dla ktorego dysponujemy układem pozwalającym na badanie mechanizmu jego działania in vitro. Dotychczasowe badania pozwoliły wykazać, że produkt genu DMR1 jest niezbędny do prawidłowej translacji w mitochondriach i wiąże się specyficznie z rRNA małej podjednostki mitorybosomu.

Grupa dysponuje zaawansowanymi technikami genetyki drożdży, w tym wyspecjalizowanymi technikami genetyki mitochondrialnej, biologii molekularnej, biochemii białek. Dzięki nawiązanym współpracom możemy rozszerzyć repertuar naszych badań w kierunku metod biologii strukturalnej i badania mechanizmów reakcji.

  

Wybrane publikacje:

  1. Puchta O., Lubas M., Lipinski K.A., Piatkowski J., Malecki M., Golik P. DMR1 (CCM1/YGR150c) of Saccharomyces cerevisiae. Genetics (2010) - art. przyjęty do druku
  2. Lipinski K., Kaniak-Golik A., Golik P. Maintenance and expression of the S. cerevisiae mitochondrial genome - from genetics to evolution and systems biology. Biochim Biophys Acta - Bioenergetics (2010) - artykuł w druku
  3. Malecki M., Stepien P.P., Golik P. Assays of the helicase, ATPase and exoribonuclease activities of the yeast mitochondrial degradosome. w Helicases. Methods and Protocols. Series: Methods in Molecular Biology (2010) Vol. 587, Abdelhaleem, Mohamed M. (red.), Humana Press
  4. Malecki M., Jedrzejczak R., Puchta O., Stepien P.P., Golik P. In vivo and in vitro approaches for studying the yeast mitochondrial RNA degradosome complex. Methods Enzymol (2008) 447: 463-488
  5. Małecki M., Jędrzejczak R., Stępień P.P., Golik P. In vitro reconstitution and characterization of the yeast mitochondrial degradosome complex unravels tight functional interdependence. J Mol Biol (2007) 372: 23-36
  6. Szczepanek T., Gora M., Monteilhet C., Wysocka M., Lazowska J., Golik P. In vivo analysis of the relationships between the splicing and homing activities of a group I intron-encoded I-ScaI/bi2-maturase of Saccharomyces capensis produced in the yeast cytoplasm. FEMS Yeast Res (2006) 6: 823-835
  7. Rogowska A. T., Puchta O., Czarnecka A.M., Kaniak A., Stępień P.P., Golik P. Balance between transcription and RNA degradation is vital for Saccharomyces cerevisiae mitochondria: reduced transcription rescues the phenotype of deficient RNA degradation. Mol Biol Cell (2006) 17: 1184-1193
  8. Golik P., Bonnefoy N., Szczepanek T., Saint-Georges Y., Lazowska J. The Rieske FeS protein encoded and synthesized within mitochondria complements a deficiency in the nuclear gene. Proc Natl Acad Sci U S A (2003) 100: 8844-9