Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Iwona Fijałkowska

• Odpowiedzi komórek bakteryjnych i komórek drożdży na uszkodzenia DNA. Regulacji wierności replikacji DNA w komórkach bakteryjnych i drożdżowych
  
• Odpowiedzi komórek bakteryjnych i komórek drożdży na uszkodzenia DNA. Mechanizmy odpowiedzi komórek Saccharomyces cerevisiae na uszkodzenia DNA
• Odpowiedzi komórek bakteryjnych i komórek drożdży na uszkodzenia DNA. Koordynacja procesów naprawy DNA w komórkach eukariotycznych
• Stres środowiskowy jako źródło niestabilności genetycznej

Odpowiedzi komórek bakteryjnych i komórek drożdży na uszkodzenia DNA. Regulacja wierności replikacji DNA w komórkach bakteryjnych i drożdżowych

Kierownik Zespołu: prof. dr hab. Iwona Fijałkowska

Patrz wersja angielska:

http://www.ibb.waw.pl/en/structure/ibb-departments/laboratory-mutagenesis-and-dna-repair#regulation

Odpowiedzi komórek bakteryjnych i komórek drożdży na uszkodzenia DNA. Mechanizmy odpowiedzi komórek Saccharomysec cerevisiae na uszkodzenia DNA

Kierownik Zespołu: prof. dr hab. Zygmunt Cieśla

Zespół: dr Aneta Kaniak-Golik, mgr Renata Kuberska, prof. dr hab. Ewa Śledziewska-Gójska

Współpraca: dr Piotr Dzierzbicki, dr hab. Adrianna Skoneczna

Głównym przedmiotem badań są mechanizmy odpowiedzialne za kontrolę stabilności mitochondrialnego DNA (mtDNA) w komórkach drożdży S. cerevisiae. Bliskie sąsiedztwo mtDNA i łańcucha oddechowego, generującego reaktywne formy tlenu  (ang. ROS), sprawia, że mtDNA jest szczególnie narażony na uszkodzenia oksydacyjne. Nienaprawione uszkodzenia mtDNA leżą u podłoża wielu chorób degeneracyjnych, a także są związane z procesami nowotworzenia i starzenia komórek. Mechanizmy odpowiedzialne za naprawę mtDNA są słabo poznane. W naszym laboratorium wykazano, że gen MSH1, kodujący mitochondrialny homolog bakteryjnego białka MutS, odgrywa kluczową rolę w zapobieganiu mutagenezie mitochondrialnej indukowanej uszkodzeniami oksydacyjnymi. Ostatnie dane wskazują, że białko Msh1 odgrywa podwójną rolę w tym procesie: z jednej strony, zapobiega ono punktowej mutagenezie wywołanej uszkodzeniami oksydacyjnymi, a z drugiej strony, przeciwdziała rearanżacjom genomu mitochondrialnego. Przy użyciu testu do badania heteroallelicznej rekombinacji mtDNA wykazano, że Msh1p ma zdolność do stymulacji allelicznej rekombinacji mitochondrialnej. Ponieważ, geny zaangażowane w rekombinację mtDNA są w większości nieznane, innym celem badań jest identyfikacja i charakterystyka genów zaangażowanych na różnych etapach procesu rekombinacji mitochondrialne. W ramach tych badań próbujemy ustalić udział nukleaz mitochondrialnych Rad27 (homolog ssaczej nukleazy FEN1), Nuc1 (homolog ssaczych nukleaz ENDOG i EXOG) i Din7 (paralog drożdżowej nukleazy Exo1) w naprawie mtDNA w warunkach spontanicznych i w odpowiedzi na stres genotoksyczny. Analizujemy kilka aspektów naprawy i utrzymania wielokopijnego mitochondrialnego genomu: stabilność genomów typu dzikiego, mutagenezę punktową, mitochondrialną rekombinację homologiczną (mtHR) i stabilność powtórzeń mikrosatelitarnych. Włączamy do naszych badań metodę elektroforezy w pulsacyjnym polu elektrycznym w celu ustalenia zmian w wielkości i topologii cząsteczek mtDNA w komórkach drożdży w warunkach stresu oksydacyjnego. Badając udział nukleazy Rad27, która jest zarówno białkiem mitochondrialnym, jak i jądrowym, w naprawie mtDNA, odkryliśmy, że w komórkach pozbawionych tej nukleazy część fenotypów związanych ze zmienioną stabilnością mtDNA jest pośrednim efektem aktywacji szlaku kinaz Mec1/Rad53 (ATR/ATM w komórkach ssaczych) w odpowiedzi na uszkodzenia genomu jądrowego. Obecnie przeprowadzamy badania, które mają ustalić mechanizmy regulacyjne, poprzez które ten konserwowany szlak sygnałowy wpływa na stabilność mtDNA. Badamy również funkcje nukleazy Nuc1 w mitochondrium. To konserwowane białko, znane przede wszystkim ze swego udziału w apoptozie komórek drożdży. Wykazaliśmy, że w normalnych warunkach wzrostu Nuc1 lokalizuje się nie w matriks mitochondrialnej, gdzie ma potencjalnie dostęp do mtDNA, ale w przestrzeni międzybłonowej, a do matriks przenosi się dopiero w odpowiedzi na stres oksydacyjny wywołany H2O2. Oprócz badań, które mają na celu wyjaśnienie funkcjonalnego znaczenia translokacji Nuc1 do matriks, analizujemy, które mitochondrialne i pozamitochondrialne ścieżki sygnałowe biorą udział w regulacji tego procesu.

Projekty badawcze (5 ostatnich lat):

Wybrane publikacje (5 ostatnich lat):

1. Dzierzbicki P., Kaniak-Golik A., Malc E., Mieczkowski P., Cieśla Z. The generation of oxidative stress-induced rearrangements in Saccharomyces cerevisiae mtDNA is dependent on the Nuc1 (EndoG/ExoG) nuclease and is enhanced by inactivation of the MRX complex. Mutation Research / Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis (2012) 740(1-2): 21-33
2. Kaliszewska M., Kruszewski J., Kierdaszuk B., Kostera-Pruszczyk A., Nojszewska M., Łusakowska A., Vizueta J., Sabat D., Lutyk D., Lower M., Piekutowska-Abramczuk D., Kaniak-Golik A., Pronicka E., Kamińska A., Bartnik E., Golik P., Tońska K. Yeast model analysis of novel polymerase gamma variants found in patients with autosomal recessive mitochondrial disease. Human Genetics (2015) 134(9): 951-966 DOI: 10.1007/s00439-015-1578-x
3. Kaniak-Golik A. and Skoneczna A. Mitochondria-nucleus network for genome stability. Free Radical Biology & Medicine (2015) 82: 73-104 DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2015.01.013
4. Skoneczna A., Kaniak A., Skoneczny M. Genetic instability in budding and fission yeast – sources and mechanisms. FEMS Microbiology Reviews (2015) 39(6): 917-967 DOI: 10.1093/femsre/fuv028
5. Kaniak-Golik A., Kuberska R., Dzierzbicki P., Śledziewska-Gójska E. Activation of Dun1 in response to nuclear DNA instability accounts for the increase in mitochondrial point mutations in Rad27/FEN1 deficient S. cerevisiae. PLOS ONE (2017) 12(7): e0180153 (30 p.) DOI: 10.1371/journal.pone.0180153.

Odpowiedzi komórek bakteryjnych i komórek drożdży na uszkodzenia DNA. Koordynacja procesów naprawy DNA w komórkach eukariotycznych 

Kierownik Zespołu: prof. Ewa Śledziewska-Gójska
Zespół: dr Agnieszka Hałas, dr Justyna McIntyre, mgr Michał Krawczyk, mgr Aleksandra Sobolewska, mgr Mikołaj Fedorowicz

https://www.ibb.waw.pl/en/structure/ibb-departments/laboratory-mutagenesis-and-dna-repair

Stres środowiskowy jako źródło niestabilności genetycznej

Kierownik Zespołu: dr hab. Adrianna Skoneczna

Zespół: dr Kamil Król, mgr Justyna Antoniuk-Majchrzak

Od kilku lat stosujemy metody genomiki funkcjonalnej do badania przyczyn niestabilności komórek drożdży Saccharomyces cerevisiae. Korzystanie z zasobów kolekcji mutantów delecyjnych drożdży i mikromacierzy na bazie platformy Agilent umożliwiło nam m.in. udokumentowanie zaangażowania transportu pęcherzykowego w utrzymywanie niezmiennego genomu. Wykazaliśmy, że rola transportu pęcherzykowego nie ogranicza się do kontroli pobierania i detoksyfikacji czynników genotoksycznych, ale transport ten uczestniczy w aktywnym przekazywaniu sygnału o zaistniałych uszkodzeniach DNA, wpływa na uruchomienie systemów obronnych komórek i na przebieg naprawy powstałych uszkodzeń i na możliwość kontynuowania cyklu komórkowego. Badania te umożliwiły również wykazanie, że komórki drożdżowe o różnej ploidalności w różny sposób reagują na stres środowiskowy i uruchamiają różne mechanizmy komórkowe w celu usuwania skutków tych stresów. Wykazaliśmy również, że pod wpływem stresu może dochodzić nie tylko do powstania mutacji punktowych, ale że bardzo często stres taki staje się przyczyną aneuploidyzacji, a nawet poliploidyzacji genomu. Nasze badania umożliwiły również wskazanie uszkodzenia genu SWI6, jako jedną z przyczyn takiego stanu rzeczy. Mechanizm tego zjawiska staramy się wyjaśnić.

Tematy w toku:

• Identyfikacja mechanizmów komórkowych odpowiedzialnych za utrzymanie stabilnego genomu;
• Badanie mechanizmów odpowiedzi komórek na stres środowiskowy, w szczególności na stres genotoksyczny;
• Rola transportu pęcherzykowego w modulowaniu stabilności genetycznej komórek;
• Genetyczne i środowiskowe przyczyny zmiany ploidalności komórek;
• Udział białka Swi6 w regulacji ekspresji genów niezbędnych dla właściwej odpowiedzi komórek na stres;

Projekty badawcze:

Wybrane publikacje:

1.  Krol K, Jendrysek J, Debski J, Skoneczny M, Kurlandzka A, Kaminska J, Dadlez M, Skoneczna A. (2017) Ribosomal DNA status inferred from DNA cloud assays and mass spectrometry identification of agarose-squeezed proteins interacting with chromatin (ASPIC-MS). Oncotarget. 8(15): 24988-25004
2. Natkańska U, Skoneczna A, Sieńko M, Skoneczny M. (2017) The budding yeast orthologue of Parkinson's disease-associated DJ-1 is a multi-stress response protein protecting cells against toxic glycolytic products. Biochim Biophys Acta. Biochim Biophys Acta. 1864(1): 39-50.
3. Natkańska U, Skoneczna A, Sieńko M, Skoneczny M. (2016) The budding yeast orthologue of Parkinson's disease-associated DJ-1 is a multi-stress response protein protecting cells against toxic glycolytic products. Biochim Biophys Acta. doi: 10.1016/j.bbamcr.2016.10.016. [Epub ahead of print]
4. Zadrag-Tecza R, Skoneczna A. (2016) Reproductive potential and instability of the rDNA region of the Saccharomyces cerevisiae yeast: Common or separate mechanisms of regulation? Exp Gerontol. 84:29-39. 
5. Adamczyk J, Deregowska A, Skoneczny M, Skoneczna A, Natkanska U, Kwiatkowska A, Rawska E, Potocki L, Kuna E, Panek A, Lewinska A, Wnuk M. (2016) Copy number variations of genes involved in stress responses reflect the redox state and DNA damage in brewing yeasts. Cell Stress Chaperones. 21(5):849-64. 
6. Adamczyk J, Deregowska A, Skoneczny M, Skoneczna A, Kwiatkowska A, Potocki L, Rawska E, Pabian S, Kaplan J, Lewinska A, Wnuk M. (2016) Adaptive response to chronic mild ethanol stress involves ROS, sirtuins and changes in chromosome dosage in wine yeasts. Oncotarget. 7(21):29958-76. 
7. Skoneczna A, Kaniak A, Skoneczny M. (2015) Genetic instability in budding and fission yeast-sources and mechanisms. FEMS Microbiol Rev.39(6): 917-67. 
8. Krol K, Brózda I, Skoneczny M, Bretner M, Skoneczna A. (2015) A genomic screen revealing the importance of vesicular trafficking pathways in genome maintenance and protection against genotoxic stress in diploid Saccharomyces cerevisiae cells. PLOS One. 10(3): e0102-702. 
9. Kaniak-Golik A. i Skoneczna A. (2015) Mitochondria-Nucleus Network for Genome Stability. Free Radic. Biol. Med. 82: 73-104. 
10. Deregowska A, Adamczyk J, Kwiatkowska A, Gurgul A, Skoneczny M, Skoneczna A, Szmatola T, Jasielczuk I, Magda M, Rawska E, Pabian S, Panek A, Kaplan J, Lewinska A, Wnuk M. (2015) Shifts in rDNA levels act as a genome buffer promoting chromosome homeostasis. Cell Cycle. 14(21): 3475-87 
11. Deregowska A, Skoneczny M, Adamczyk J, Kwiatkowska A, Rawska E, Skoneczna A, Lewinska A, Wnuk M. (2015) Genome-wide array- CGH analysis reveals YRF1 gene copy number variation that modulates genetic stability in distillery yeasts. Oncotarget. 6(31): 30650-63. 
12. Alabrudzińska M, Skoneczny M, Skoneczna A. (2011) Diploid-specific genome stability genes of S. cerevisiae: Genomic screen reveals haploidization as an escape from persisting DNA rearrangement stress. PLOS One 6(6): e21124. 
13. Hałas A, Podlaska A, Derkacz J, McIntyre J, Skoneczna A, Śledziewska-Gójska E. (2011) The roles of PCNA SUMOylation, Mms2-Ubc13 and Rad5 in translesion DNA synthesis in Saccharomyces cerevisiae. Mol Microbiol. 80(3): 786-797. 
14. Malc E, Dzierzbicki P, Kaniak A, Skoneczna A, Cieśla Z (2009) Inactivation of the 20S proteasome maturase, Ump1p, leads to the instability of mtDNA in Saccharomyces cerevisiae. Mutat Res. 669(1-2): 95-103. 
15. Skoneczna A, McIntyre J, Skoneczny M, Policińska Z, Śledziewska-Gójska E. (2007) Polymerase eta is a short-lived, proteasomally degraded protein that is temporarily stabilized following UV irradiation in Saccharomyces cerevisiae. J. Mol. Biol. 366: 1074-1086. 
16. Skoneczna A, Miciałkiewicz A, Skoneczny M. (2007) Saccharomyces cerevisiae Hsp31p, a stress response protein conferring protection against reactive oxygen species. Free. Radic. Biol. Med. 42: 1409-1420. 
17. McIntyre J, Baranowska H, Skoneczna A, Hałas A, Śledziewska-Gójska E. (2007) The spectrum of spontaneous mutations caused by deficiency in proteasome maturase Ump1 in Saccharomyces cerevisiae. Curr. Genet. 52: 221-228.